형광 활성 세포 정렬 (외과)에 의해 특정 세포 인구의 정제

프로세스를 시작하기 전에 다음 항목 수집 및 준비에 필요 : 얼음 단일 색상 컨트롤을 얼룩 얼룩을위한 세포 및 12 X 75mm 흐름 튜브 15 ML 원뿔 튜브. 버퍼 얼룩 : 인산염은 버퍼 호수 (PBS) + 3% 소태아 혈청 (FCS) Pipettes FC 블록 (필요한 경우) 및 얼룩 항체. 항체가 최적의 얼룩을 위해 titrated해야합니다. 보상 비즈 중지 버퍼 : 행크의 밸런스드 소금 솔루션 (HBSS) + 25 MM의 HEPES + 3% FCS Trypan 파랑, hemocytometer 셀 스트레이너 (40 μm의 나일론) 컬렉션 튜브 : 컬렉션 튜브의 두 가지 유형을 사용할 수 있습니다) 12 X 75mm의 폴리스티렌 튜브 (300 μl FCS 25 MM HEPES를 포함) 또는 b) 15 ML 원뿔 튜브 (1 ML FCS + 25 MM의 HEPES를 포함). 높은 혈청 농도가 가진 풍부한 매체 정렬 세포의 수집에 사용될 수 있습니다. 시작 세포 인구의 단일 세포 현탁액를 생성합니다. 선택 사항 : 보완 고갈이나 자기 정렬과 같은 대량 정화 방법으로 원하는 세포 인구 더욱 돋보이게합니다. 농축 단계의 주요 장점은 그것이 정렬 시간을 단축한다는 것입니다. 버퍼 얼룩과 함께 한 세포를 씻으십시오. 뜨는을 취소하고 효율적인 얼룩 50 X 10 6 농도에서 버퍼를 얼룩의 세포를 resuspend. 옵션 : FcR 높은 수준을 표현 세포 들어, 적절한 차단 방법을 사용하여 수용체를 차단합니다. 선택 방법은 10-15 분 얼음 FcγR에 바인딩 mAb를 사용하는 것입니다. 이러한 항체는 상업적으로 사용할 수 있습니다. 원하는 세포 인구를 얼룩 및 얼룩 버퍼 두 세척 다음 어둠 속에 얼음에 20-30 분에 대한 부화 적절한 mAb를 (미리 정해진 농도에서) 추가합니다. 옵션 : 같은 propidium 요오드화물의 같은 중요한 염료와 스테 이닝, 죽은 세포를 (5) 분별에 포함될 수 있습니다. 멀티 컬러 얼룩이 사용하는 경우, 단일 색상 컨트롤이 필요합니다. 우리는 제조 업체의 프로토콜을 사용하여 단일 색상 컨트롤을 준비하는 BD의 CompBeads를 사용합니다. 직접 복합 항체를 사용하지 않을 경우 해당 보조 항체 또는 Streptavidin의 공액를 사용하여 7 단계를 반복합니다. 세척 후, 배지에 세포를 resuspend 등 Trypan 파랑과 같은 중요한 염료를 사용하여 세포 농도를 결정한다. 15-20에 세포 농도를 조절 X 10 6 / ML. 정렬하는 동안 악기를 방해할 수있는 양식 클러스터, 스트레이너를 통해 세포를 필터링 세포 집단하십시오. 설정 및 세포 분류기을 최적화합니다. 흐름 cytometer를 설정하는 과정은 생산에 따라 다양하고 적절하게 훈련받은 요원에 의해 수행되어야합니다. 일반적인 권장 사항은 다음과 같습니다 : 정렬하는 세포 종류에 따라 적절한 노즐을 선택합니다. 무균 종류 들어, 악기를 소독. 레이저가 작동 확인 비즈와 계측기 품질 관리를 수행하고 정확하게 정렬합니다. 필요한 컬렉션 장치를 설치하고 측면 스트림을 설정합니다. (우리 BD 외과 아리아 세 레이저를 가지고 있으며 최대 9 색상으로 검색할 수 있습니다) 사용할 수있는 형광 레이블을 결정하는 설정 악기의 레이저와 검출기보세요. 일단 그것이 형광 라벨이 세포 분류기에서 사용될 어떤 결정, 보상 (아래 설명)을 수행할 수 있습니다. 대조군 샘플 및 단일 긍정적인 컨트롤을 사용하여 보정을 수행합니다. 보상은 두 감지기 사이의 스펙트럼의 중복을 제거하는 것이 필요합니다. 그것은 보상 증거가 바보되지 않습니다에 관련되고 부정적인 방법을 밝게 특정 마커 얼룩, 그리고 희미한과 부정적인 인구 사이에 가난한 해상도로 이어질 수 낮은 autofluorescence를 세포의 형광에 의해 영향을받습니다. 최상의 결과를 얻으려면, 실험 설계는 낮은 표현이 있거나 알려진 얼룩 패턴을 가지고 있지 않다는 걸 마커와 밝은 fluorochromes를 사용하여 포함해야합니다. 세포 인구와 높은 표현 사이 좋은 분리를 제공합니다 마커 빨간색이나 보라색 레이저에 의해 흥분 사람 같은 이합체의 fluorochromes와 함께 사용해야합니다. 보상은 카파 라이트 마우스 IG의 사슬, 쥐 또는 쥐 / 햄스터를 특정 항체에 결합되었습니다 폴리스티렌 microparticles 아르 보상 비즈와 함께 수행할 수 있습니다. 구슬은 얼룩 강력한 신호를 가지고 실험 샘플과 같은 형광단을 가지고 하나의 스테인드 컨트롤을 준비 쉬운 방법을 제공하기 쉽습니다. 에 대한 앞으로 분산형 (FSC)와 사이드 분산형 (SSC), 하나의 히스토그램을 표시하는 bivariate 음모를 포함하는 템플릿을 설정사용 각 fluorochrome. 부정적인 제어 튜브를 실행하고 전달 분산형 (FSC)와 규모에 대한 관심의 인구를 배치 사이드 흩어 (SSC)를 조정할 수 있습니다. 히스토그램의 맨 왼쪽 부분에있는 부정적인 인구 또는 autofluorescence를 배치하기 위해 형광 PMT 설정을 조정합니다. 부정적인 제어 튜브를 기록합니다. 단일 긍정적인 제어 튜브를 실행하고 각각의 튜브에 대한 데이터를 기록합니다. 히스토그램에있는 데이터의 긍정적인 부분, 그리고 히스토그램의 부정 부분에있는 다른 간격 게이트 주변 간격 게이트를 그리십시오. 수동 보상은 조정을 통해 이루어집니다 평균은 제외의 평균과 같다 때까지 탐지 (중앙값 로그 규모 평균보다 중심 경향의 좋은 견적입니다.) 이것은 실험에 사용된 fluorochrome 레이블의 각각에 대해 수행되어야합니다. 평균을 조정하려면, 각 높거나 낮은 각 형광 매개 변수와 일치를위한 medians 때까지으로 밀접하게 가능한 스펙트럼 오버랩 값을 조정합니다. 보상은 또한 분석 소프트웨어와 함께 자동으로 수행할 수 있습니다. 자동 보정 실험에 사용된 모든 fluorophores에 대한 대수 행렬을 계산 보상 컨트롤에서 기록된 데이터를 사용합니다. 이 값은 기본 색상의 검출기에 출혈이있는 이외의 원색의 기여를 빼야하는 데 사용됩니다. 정렬에 대한 실험 샘플을 기록하고 관심의 인구를 정​​의하는 게이팅 도구 및 subsetting 방법을 사용합니다. FSC 대 SSC를 표시하고 게이트 관심의 인구를 게이팅 도구, 다각형, 사각형, 간격 또는 사분면을 사용하여 도트 플롯과 실험 템플릿을 설정합니다. 스캐터 줄거리는 세포 유형으로 구분됩니다 세포의 물리적 특성을 표시합니다. 형광 게이팅 전략을 결정하는 가장 좋은 방법은 형광 빼기 1 (FMO) 컨트롤을 사용하는 것입니다. FMO 제어 관에는 실험에서 사용되는 모든 시약은 관심의 한 제외한 포함되어 있습니다. FMO는 dimly 스테인드 인구 및 광범위한 부정적인 인구 구별하는 데 도움이됩니다. 실험 튜브 내에 문을 배치 위치를 결정하는 FMO 튜브에서 기록된 데이터를 사용합니다. 일단 빌 게이츠가 결정되었습니다, 게이츠는 외부 수집 튜브로 정렬을 선택하실 수 있습니다. 최대 네 개까지 게이츠 (또는 집단)에이 사용할 수있는 장비에 따라 한번에 정렬할 수 있습니다. 4 실험 시료 튜브를 실행 ° C는 편향 접시를 설정하고, 샘플을 정렬합니다. 5 X 10 5 -1.5 X 10 6 세포는 12 X 75mm 튜브 및 1.5으로 정렬할 수 있습니다 X 10 6-4.5 X 10 6 세포가 15 ML 원뿔로 정렬할 수 있습니다. 세포의 필요한 번호가 획득되면, 수동으로 정렬 중지합니다. 정렬 세포 인구의 순도를 결정하는 포스트 정렬 분석을 수행합니다. 대표 결과 우리는 여기서 마우스 지라 B와 CD4 T의 셀 정렬 (그림 1)에 대한 결과를 표시합니다. Splenocytes는 PE 텍사스 레드 – 복합 백신 마우스 B220, FITC – 복합 백신 마우스 TCRβ 및 B 세포 (B220 + TCRβ -)과 CD4 T 세포 (CD4 + TCRβ +를 식별하는 CD4 방지 마우스 Alexafluor – 700 – 복합 물들일되었습니다 ). 정렬은 BD 외과 아리아 악기와 함께 연주했다. B 세포의 순결을 정렬 후> 97% 및 CD4 T 세포의 순도는> 98%였습니다. 그림 1. 지라 B 세포와 CD4의 순도는 외과 후에 세포를 T. 마우스 splenocytes이 방지 마우스 B220, TCRβ 및 CD4 항체 물들일되었습니다. B 세포에 대한 외과는 B220에 게이팅하여 BD 외과 아리아를 사용하여 수행되었습니다 + TCRβ – 세포 (그림 1A, 왼쪽 패널, 오른쪽 아래 사분면). 게시물 정렬 분석은 B 세포 (그림 1A, 오른쪽 패널)의 순도를 결정하기 위해 수행되었다. B220 얼룩은 Y 축에 대한 X 축 및 TCRβ의 얼룩에 표시됩니다. CD4 T 세포에 대한 외과가에 게이팅하여 동일한 흐름 cytometer를 사용하여 수행되었습니다 TCRβ + CD4 + 세포 (그림의 1B, 왼쪽 패널, 오른쪽 사분면). 게시물 정렬 분석 CD4의 T 세포 (그림의 1B, 오른쪽 패널)의 순도를 결정하기 위해 수행되었다. TCRβ 얼룩은 X 축 및 Y 축에 얼룩 CD4에 표시됩니다. 각 사분면에있는 %가 긍정적인 세포가 표시됩니다. <!– 그림 2. 지라 CD4의 순도는 외과 후 T 세포. Murine 지라 T 세포는 B 세포에 의해 패닝의 제거에 의해 풍부하게되었다. 그 후, 세포는 안티 – 마우스 TCRβ 및 CD4 항체 (왼쪽 패널)와 스테인드되었습니다. 외과는 TCRβ + CD4 + 세포의 게이팅하여 BD 외과 아리아를 사용하여 수행되었다 (왼쪽 패널에서, 오른쪽 상단에 quadr개미). 게시물 정렬 분석 이상 99% (오른쪽 패널)가 T 세포의 순도를 결정하기 위해 수행되었다. TCRβ 얼룩은 X 축 및 Y 축에 얼룩 CD4에 표시됩니다. 각 사분면에있는 %가 긍정적인 세포가 표시됩니다. ->